1．实验课程号：20453B1sy

2．课程属性：

3．实验属性：非独立设课

4．学时：总学时：60、总学分：3.5、实验学时：20

5．实验应开学期：春季

6．先修课程：动物学、鱼类学、动物解剖与组织胚胎学、动物生物化学

7．适用专业：水产养殖、水族科学与技术

一、课程的性质与任务

《鱼类生理学实验》是与《鱼类生理学》相配套的专业基础课，与理论课既互为补充，又相对独立。鱼类生理学实验课的任务是：

1．通过经典实验对学生进行《鱼类生理学》实验基本技能训练；

2．通过基础性、验证性和综合性实验，达到训练学生的动手能力、观察、分析问题和归纳能力；

3．通过设计性实验培养学生的创新精神、严谨治学和团队精神，以提高学生的综合素质；为后续课程学习打下坚实的基础。

二、实验的目的与基本要求

1.掌握鱼类生理实验常规仪器和基本实验技术的操作。

2.掌握鱼类生理学实验常用标本的制备和某些生理指标测定的方法。

3.掌握实验项目的基本原理，学会结果分析与归纳，并能正确写出实验报告。

4.通过实验学习和掌握鱼类生理学的理论。

5.学习和了解鱼类生理学研究性实验设计的基本方法和原则，并能独立进行实验。

三、实验考核方式及办法

实验课成绩占总成绩的30%。实验课考核、评估的项目包括上课次数、上课纪律、实验态度、回答问题情况、动手能力、技能掌握情况、协作精神、实验结果、实验报告、讨论发言、打扫卫生及安全保护等。根据综合评定给出优、良、中、及格和不及格五等，并在鱼类生理学成绩总评时折合成相应的分数。

四、实验项目一览表

序号	实验项目	实验内容	学时	实验类型	主要试剂及仪器
1	绪论及鱼类血管导管手术	（一）配制鱼用生理盐水 （二）配制麻醉溶液与手术前麻醉鱼 （三）背大动脉导管手术	4	验证性	流水式手术台、金属套管、长注射针、水族箱、麻醉剂、肝素、鱼用生理盐水
2	红细胞比容测定、血红蛋白的测定	1、红细胞比容即红细胞占全血容积的百分比。 2、血液加入盐酸酸化后，血红蛋白即变成褐色的盐酸高铁血红蛋白，然后可用稀释比色法与专用的标准色柱进行比色，即可计算出血红蛋白的含量。	4	验证性	离心机、台式天平（配试管筒）、温氏分血管、长封闭针头、毛细滴管、注射器、3.8%柠檬酸钠、草酸钠
3	容积导体导电规律的观察及鳖心电的引导	凡是具有一定体积的整块导电体，均称为“容积导体”。 这个导体可将心电传导至体表面。所以把引导电极置于体表的不同部位，可通过心电图机记录到心脏活动所产生的周期性电变化。	4	验证性	蛙类手术器械、MS-302系统、连有导线的鳄鱼夹、任氏液、石蜡油
4	环境因素对鱼类呼吸运动机能的影响	鱼类生活在水环境中，鳃是它的主要呼吸器官。鳃的呼吸运动可以反映出机体内的生理机能状态，也是鱼类自身物质代谢过程的一个综合性指标，同时鳃的呼吸运动易受水环境中理化因素改变的影响。	4	综合性	MS-302系统、特制乳胶小汽球、塑料导管、半弯缝合针、缝合线、充氧机、醋酸铜、氯化汞、碳酸钠、硫酸、3%乳酸溶液、1%乌拉坦
5	有胃鱼类胃、肠运动的观察	有胃鱼类的胃肠平滑肌常保持一定的收缩状态，在此基础上，可出现蠕动、节律性分节运动等运动形式，在体内这些形式的运动都受神经和体液因素的调节。	2	验证性	鱼类手术器械、搪瓷盘、注射器、1%三碘季胺酚、盐酸肾上腺素、乙酰胆碱、阿托品、鱼用生理盐水
6	坐骨神经腓肠肌标本的制备	1．坐骨神经腓肠肌标本的制备方法。 2．研究神经肌肉的一般原理，比如神经冲动的传导、运动终板的传递和肌肉收缩的机能等.	2	验证性	蛙板、粗剪刀、组织剪、镊子、探针、玻璃分针、蛙钉、滴管、小烧杯、培养皿、锌铜弓、任氏液

五、实验项目的具体内容：

第一部分  绪论

第一章 鱼类生理学实验课的目的、要求和基本实验方法

一、实验的目的和要求

鱼类生理学是研究正常鱼类机体的生命活动规律的科学。鱼类生理学的一切概念，同其他自然科学一样，都是根据实验或观察而获得的。通过实验能更好地理解本学科的内容。

鱼类生理学实验课的目的，一方面在于通过实验，掌握生理学实验的基本操作技术，了解获得生理学知识的科学方法，以及验证某些讲授过的基本理论，帮助学生进一步理解、巩固和掌握部分生理学的理论内容。把实验所观察到的现象分析提高，上升成为理性认识。另一方面是培养学生从事科学工作的实事求是的工作作风和严谨的科学思维能力，启发智力，为今后的学习和工作打下一定的基础。

为了达到实验课的目的，要求：

（一） 实验前

1． 仔细阅读实验指导，了解实验的目的、要求、步骤和注意事项。

2． 结合实验内容，复习有关理论。

3． 根据有关理论预测各个步骤可能产生的结果。

（二） 实验时

1． 实验器的安放要整齐、清洁、有条不紊。要遵守实验纪律，同学之间团结互助，分工合作。

2． 按照实验步骤及操作规程，以严肃认真的态度，仔细地进行各项操作、观察，如实地记录实验现象和结果（避免凭记忆写实验报告），随时对出现的现象进行分析、思考。

3． 爱护公物、注意保护实验动物和标本，节省实验器材和药品。

（三） 实验后

1． 将实验用具整理好，并把所用器械洗净擦干。如有损失短少，应及时向任课教师报告，做好实验室的清洁卫生工作。

2． 整理实验记录，填写实验报告，按时交任课教员评阅。

二、实验结果的处理与实验报告

（一）实验过程中得到的结果需要进行分析和整理。凡属测量性质的结果，如长短、高低、快慢、轻重、多少等，均应定量地写明其单位、数值。凡用曲线记录的实验，实验结果应尽量用记录的曲线来表示，并加以必要的标注说明，如刺激记号、时间记号等。为了便于比较分析，有的实验结果可用表格或绘图表示。

（二）对实验报告的要求

1．不论示教实验或自做的实验，每人均要写出实验报告，按时交指导老师评阅。

2．实验报告要求文字简练、通顺，书写清楚、整洁，正确使用标点符号。报告内容的项目和要求如下：

（1）实验序号、题目、日期、室温。

（2）实验目的和原理。

（3）实验方法和实验步骤。

（4）实验结果，实验结果的记述要求真实、准确、简明、扼要。

（5）讨论和结论。实验结果的讨论是根据已知的理论知识对结果进行解释和分析，

并判断结果是否正确。在出现非预期结果时，应分析其可能引发的原因。实验的讨论和作出结论是富有创造性的工作，应该严肃认真对待，不要盲目抄袭书本和他人的实验报告。

三、鱼类生理学实验方法概述

鱼类生理学实验主要以活的鱼类和其他水生动物为实验材料，如四大家鱼、龟、鳖、

黄鳝、胡子鲶、乌鳢等。无论选用哪种动物，在进行实验观察或记录以前，都要选择适宜的实验方法和一定的技术操作。为了获得较为准确的实验结果，特介绍两类常用的生理学实验方法。

（一）急性实验方法

这种方法实验过程不能持久，实验后动物一般被处死，是一种短时间内完成的实验观察方法。急性实验方法可按研究目的不同分为离体组织法、器官实验法和活体解剖法等。

1．离体组织或器官实验方法

把要研究的组织或器官从活的、或刚死的动物身上取下来，放在一个人的接近于正常生理活动的环境中，使其在短时间内仍保持一定的生理机能，从而观察和研究它的生理过程。

2．活体解剖实验方法

是将动物麻醉或损毁大脑后，施行各种外科手术，暴露出所需要研究的器官或组织。

给予不同的刺激，以研究它的机能和调节机制，研究器官间的相互关系。

   急性实验法一般又叫分析法。

  （二）慢性实验方法

   慢性实验方法是在某一特定条件下，以完整健康的活体动物为研究对象，并在它与周围环境保持比较自然的条件下，连续地反复观察和记录清醒动物某项生理机能对内、外环境条件变化的反应。在慢性实验之前，有的还要在动物身上做无菌外科手术，将要研究的器官切除某部分组织，埋藏某种药物或电极等，待其创口基本愈合后进行实验研究。

   慢性实验法又叫综合法。

   四、实验室守则

  （一）尊敬老师，团结同学，搞好组内同学间的协作。

  （二）遵守学习纪律，准时到达实验室。实验时因故外出或早退应向教师请假。

  （三）严肃认真地进行实验，实验中不得进行任何与实验无关的工作。

  （四）低声轻步，保持实验室安静。

  （五）爱护仪器设备，节约药品和实验动物。仪器损坏或失灵时，应及时报告指导教师，进行更换或修理。

  （六）保持实验室的整洁和干燥，实验完毕后，各组应将本组使用的器械清洗干净，擦干水分，清点整齐，经老师验收后方可离开实验室；卫生值日小组负责实验台、地面、水池等处的清洗，动物尸体的倾倒等工作。

实验一  鱼类血管导管手术

一、实验目的                                                                                                  

掌握进行鱼类血管导管手术的基本步骤和方法，并了解它在鱼类生理研究工作中的作用和意义。

二、实验材料

（一）实验动物  草鱼。

（二）实验器材  流水式手术台、手术台、剪、镊、针、缝线、止血棉花、内径0.6和0.25 毫米塑料管、金属套管和长注射针、流水式小长格水族箱。

（三）药品  麻醉剂（MS-222，尿烷或喹那啶）、肝素、鱼用生理盐水。

三、实验步骤与观察项目

（一）配制鱼用生理盐水

采用Cortland淡水鱼用生理盐水，其配置方法是：用NaCI7.25克，KCI0.38克,CaCI20.162克，MgSO4.7H2O0.23 克，NaHCO31.0克，NaH2PO4.2H2O0.41克，葡萄糖1.0克配制成1升（1000毫升）生理溶液。氯化钙和葡萄糖应在使用前再加入；蒸馏水在配制生理盐水之前最好能进行充气。

进行血管导管手术用的生理盐水，要在使用前加入肝素，份量是：每升加入肝素10个国际单位。

（二）配制麻醉溶液与手术前麻醉鱼

常用的麻醉剂及其配制浓度是：

1．MS-222  浓度为1：10，000~1：45，000，进行血管导管手术时，用1：20，000的浓度浸泡鱼体使之麻醉；用1：45，000的浓度通过胶管不断灌注鳃部。

   2．尿烷  浓度是5—40毫克/升。

   3．喹那啶  浓度是0.01~0.03毫升溶解于等量的丙酮中，然后加入1升水中。

   配制麻醉溶液的水要取自手术鱼类原来驯养的水体。如能用低温的水配制麻醉溶液，将增强麻醉效果。

   麻醉溶液配好后将鱼放入，1~2分钟后停止游动，身体失去平衡，鳃盖活动中止，对外界刺激无任何反应，就可将它置于手术台上。由于血管导管手术需时较长，通常是半小时以上，因此，应将浓度较低的麻醉溶液通过胶管不断地灌注鱼鳃部，既供给必要的氧气又保证鱼在整个手术过程始终处于麻醉状态。

   （三）背大动脉导管手术

1．用粗注射针将麻醉鱼上颌两鼻腔之间刺穿，插入一长约3~4厘米的粗塑料管，以备手术后将血管导管引出体外。然后，将鱼腹部向上置于用塑料网制成的吊床上，左右鳃盖下插入小胶管，使循环流动的低浓度麻醉溶液不断灌注鳃部，并使鱼体表保持潮湿。用一吊钩把鱼下颌往上拉起，使口腔尽可能张大。用手术弯针穿线后，在口腔顶部正中线的上皮下，一点进一点出系上两个活结，前后相距约1厘米，以备将导管固定在口腔顶部上皮用。

2．用2毫升的注射器装满含肝素的鱼用生理盐水，接上注射针头（注射针头的口径应与做导管用的塑料小管内径相一致）；针头末端再套上长约50厘米的塑料小管。轻轻推动注射器筒塞，使整条塑料小管都充满含肝素的鱼用生理盐水。如有气泡，应来回移动射器筒塞或挤出少许生理盐水而将它排除。

3．用特制的金属套管和插入套管内的注满抗凝剂的塑料导管在咽腔上壁第一对鳃弓和第二对鳃弓之间的正中线轻轻以300角斜刺入上皮组织以及在其下方的背大动脉插入动作要小心，稳而准（为了保证血管导管手术成功，手术前应通过解剖了解实验鱼背大动脉在咽腔上壁的具体部位）。如果套管正好刺入背大动脉（注意刺入动作不可用力过大，以免穿过背大动脉），血液将立即沿塑料导管向外涌出。此时，一手应将金属套管轻轻稳住，不可移动，另一手将塑料导管沿着金属套管小心地插入背大动脉内，如果塑料导管正好插入背大动脉内，则背大动脉的血液就会沿着塑料导管向外流。此时亦可轻轻来回移动注射器筒塞，以观察血流在塑料导管内是否通畅。如果血流通畅，说明塑料导管已经准确插入背大动脉内，如果血流中断，则表示塑料导管并未插入背大动脉内或者只在背大动脉出血的部位，必须把塑料导管取出，重新再寻找合适的部位刺入。

4．将塑料导管准确插入背大动脉后，一手用镊子轻轻夹住塑料小管，将它的位置稳住，切不可移动，另一手慢慢将金属套管小心移出。移出一段距离后，使其位置固定。在系紧

塑料小管前必须移动注射器筒塞，以检查小管内的血流是否畅通无阻以及有无气泡。结系塑料导管时不可太紧，以免影响血液流通。塑料导管固定在口腔顶部上皮后，将塑料导管穿过鱼上颌两鼻腔之间的穿孔，把塑料导管引出体外。并用粗线将塑料导管结扎。这时，可用注射器把少量生理盐水通过塑料导管注入鱼体内以补充手术过程的失血，并使整个塑料导管充满生理盐水而无气泡，然后取走注射器和注射针头，用线将塑料导管末端扎紧封闭。

   （四）鱼在手术后护理

做完背大动脉导管手术后，鱼应立即移入有新鲜流水与充气的水族箱中，迅速让其苏醒。如因麻醉较深，苏醒缓慢时，可用手帮助其口腔和鳃盖运动（相当于人工呼吸），促使它恢复呼吸运动。苏醒后的鱼应移入特别的用黑色塑料板间隔成长格的流水式水族箱内，每长格只放一尾鱼，使其安静地休息而不进行游动，以免影响导管脱落。手术后的鱼应有24小时的复原时间才能开始实验。

五、思考题

（一）利用背大动脉血管导管采血有什么好处？这种方法取得的血样与尾静脉采得的血样主要不同之处是什么？

（二）在生理学的实验方法中，本实验属哪一类？

实验二  红细胞比容测定

一、实验原理

红细胞比容即红细胞占全血容积的百分比。其测定原理是：将抗凝全血放在有容积等分刻度的玻璃管中，然后离心，使红细胞下沉，并彼此压紧而又不改变每一个红细胞的正常形态，由此求得红细胞在全血中所占容积百分比。

二、实验目的  

学习测定红细胞比容的方法

三、实验材料

（一）实验动物  草鱼或鲤鱼

（二）实验器材  离心机、台式天平（配试管筒）、10毫升离心管2只、温氏分血管、长封闭针头、毛细滴管、普通滴管2只、10毫升注射器2只、9号注射针头2个、10毫升试管5只（有两只内装草酸盐抗凝剂0.8毫升或柠檬酸溶液，烘干）。

（三）药品  3.8%柠檬酸钠、草酸钠、凡士林、生理盐水。

四、实验步骤与观察项目

（一）尾静脉采血  于尾鳍后缘与侧线之下一个鳞片的位置将注射器向前斜向刺入，待针尖碰到鱼骨后用小拇指将注射器活塞向后拉，使注射器内形成负压，然后将针尖在附近轻轻移动，当有血液进入注射器内时停止移动，抽取血液约2毫升。

（二）将抽取的血液立即缓缓地沿管壁放入盛有干燥草酸盐抗凝剂的试管内（每管内装草酸盐或柠檬酸钠抗凝剂0.8毫升，可加血8毫升），用涂过凡士林的拇指堵住管口，轻轻地将试管倒转两、三次，使血液与抗凝剂混合，而红细胞不致破裂溶血。

（三）用毛细滴管或注射器配长封闭针头吸取抗凝全血，然后将滴管或针头插入分血管的底部，慢慢将滴管或注射器内的血液放入分血管内，其内不可有气泡混杂；逐渐抽出毛细滴管或针头，精确地装到刻度10厘米处（余者可用滤纸吸去）。然后离心，3000rpm，30分钟。

（四）取10毫升离心管两只，分别标以1、2号，将剩余抗凝血移往1号管中，暂置试管架上。

（五）取出分血管仔细观察，下段深红色血柱，为红细胞沉积所形成；上段为无色或淡黄色液体，这是血浆；两段之间，有一灰白色薄层，为血细胞和血小板。读取下段红细胞沉积柱，乘以10即为红细胞比容数。例如，读数为4.2厘米，4.2×10=42表示100毫升全血中红细胞容积占42毫升，即为红细胞比容数值，用0.42 v/v表示。

（六）记录所读数值，然后再离心一次（3000rpm,5分钟），如果与前次记录相同，表明红细胞被压紧，此即红细胞比容值。如在离心后，红细胞表面为一斜面，则应垂直静置分血管3~5分钟，待红细胞表面平坦后，再读取结果数值，或取倾斜部分的平均值。

五、注意事项

（一）所有玻璃器皿要求干燥清洁，用完后应及时清洗干净。

（二）使用玻璃器皿时，应小心轻放，放稳放妥，以免损坏。

（三）各滴管、吸管、试管勿混用，均应标明号数。

六、思考题

如果离心后分血管上段为淡红色，对实验结果会有什么影响？

实验三  血红蛋白的测定

一、实验原理        

血液加入盐酸酸化后，血红蛋白即变成褐色的盐酸高铁血红蛋白，然后可用稀释比色法与专用的标准色柱进行比色，即可计算出血红蛋白的含量。

二、实验目的

学习应用比色法来测定动物血红蛋白量的方法。

三、实验材料

（一）实验动物  鲤鱼或草鱼

（二）实验器材  Sahli氏血红蛋白计、6号针头、脱脂棉、酒精棉。

（三）药物  95%乙醇、乙醚、蒸馏水、1%HCI。

四、实验步骤

（一）了解血红蛋白计的构造  沙里氏血红蛋白计主要由比色计、比色管和吸血管等部件组成。比色计的两侧装有标准色玻璃管，其中装有标准浓度的高铁血红蛋白溶液。比色管的两侧通道刻有两行刻度，一行为血红蛋白量的绝对值（2~22），以克%（每100ml血液中所含血红蛋白的克数）来表示，另一行为血红蛋白量的相对值（10~160），以%（即相当于正常平均值的百分数）来表示。吸血管为一厚壁的毛细玻璃管，其上面有10、20mm3的刻度。此外还附有搅拌用的玻棒和吸蒸馏水的滴管。

（二）制备盐酸高铁血红蛋白  先在比色管内加入1% HCI至2克（或10）的刻度处，再将吸血管在蒸馏水、95%乙醇和乙醚中依次吸吹洗净，将针头扎破兔耳静脉后，用吸血管采血20微升，擦去管尖周围的血液，迅速吹入比色管中的底部，再吸入吹出HCI数次以洗出管壁血液，立即混匀，切勿产生气泡，静置10~15分钟，使管内HCI与血红蛋白充分作用，完全形成高铁血红蛋白。

（三）比色  于比色管内慢慢滴加蒸馏水，边加边混匀，直至比色管的颜色与比色柱（标准管）的颜色相同时为止，读取比色管内液面的刻度即为血红蛋白的克数%或百分数。

五、注意事项

（一）分血管内的血液要用比色管内的盐酸吹洗干净。

（二）盐酸酸化的时间要充分，不然会影响实验结果。

（三）实验结束后，要将吸血管清洗干净。

六、思考题

（一）哪些操作因素会影响血红蛋白量的测定？怎样防止？

（二）在同一个血样中血红蛋白与PCV值和红细胞计数值之间有何关系？

实验四  容积导体导电规律的观察及鳖心电的引导

一、实验原理 

凡是具有一定体积的整块导电体，均称为“容积导体”。这个导体的导电方式在电学上叫做“容积导电”。心脏活动所产生的电变化之所以能从机体表面记录出来，是因为心脏周围组织和体液含有大量电解质，具有一定的导电性能。因此可以说，人体和动物体也是一个容积导体。这个导体可将心电传导至体表面。所以把引导电极置于体表的不同部位，可通过心电图机记录到心脏活动所产生的周期性电变化。

二、实验目的

学习动物在体心电的引导方法和验证心电的容积导体原理。

三、实验材料

（一）实验动物  鳖、黄鳝或蟾蜍。

（二）实验器材  蛙类手术器械、MS-302系统、连有导线的鳄鱼夹、培养皿、烧杯、滴管、蛙板、鳝板。

（三）药品  任氏液、石蜡油。

四、实验步骤与观察项目

（一）仪器连接  将全导联心电电缆插头插入信号输入，刺激输出面板的1A插孔。

（二）开机并启动MS-302系统，预热15分钟。

（三）软件操作

1．依次选定“信号选择”、“心电”（第1通过记录时可进而选择）。

2．选定“增益选择”，根据实验情况适当调整。

3．选定“显速选择”，选择50mm/s的扫描速度。

4．选定“参数设置”→“显示方式”→“连续显示”。

（四）实验项目

1．取成年鳖一只，用1%的氨基甲酸乙酯溶液，按0.5g/kg体重腹腔注射或60%的乙醇灌注麻醉，仰卧固定于鳝板上，用手术方法暴露鳖的心脏并剪开心包膜，常用任氏液湿润心脏。或将蟾蜍仰卧固定于蛙板，于剑突下剪开胸部皮肤，暴露心脏并剪开心包膜，同样用任氏液湿润心脏。

2．将引导电极黑夹夹住左前肢，红夹夹住右后肢，黄夹夹住右前肢，绿夹夹住左后肢，白夹夹住胸部皮肤，观察心电图。

3．用镊子夹住主动脉干，连同静脉窦一起快速剪下心脏，将心脏放入盛有任氏液的培养皿内。这时荧光屏上心电图消失。

4．从培养皿中取出心脏，放回原处，又显示心电图，如果改变心脏与引导电极之间的相对位置，心电图波形随之发生变化（为什么？）。

5．把心脏置于有任氏液的培养皿内，将红黑或黄绿电极夹在培养皿的边缘并接触液体，使心脏靠近引导电极，此时荧光屏上显示出心电波形，旋转心脏，心电图形发生改变。

6．将鳖心置于盛有石蜡油的培养皿内，用同样方法引导，荧光屏上心电图消失。

7．将鳖心用任氏液洗净，重新置于盛有任氏液的培养皿进行引导，荧光屏上重新显示出心电图。

8．剪去并拿走心室，观察心电图的变化。

五、注意事项

（一）取心脏时避免损伤静脉窦。

（二）温度低时可将任氏液加温至300C.

(三) 鳖心从石蜡油中取出时，应将石蜡油用任氏液洗净。

六、思考题

（一）当心脏与电极之间的相对位置发生改变时，心电图波形也发生改变，如何能确定某一特定位置时出现的心电图波形？这时出现的波形能用标准导联图形解释吗？可以计算它的电势大小吗？

（二）本实验怎样证明心电图来自心脏？

（三）如何证明容积导体可以传播心电？

实验五  环境因素对鱼类呼吸运动机能的影响

一、实验原理

鱼类生活在水环境中，鳃是它的主要呼吸器官。鳃的呼吸运动可以反映出机体内的生理机能状态，也是鱼类自身物质代谢过程的一个综合性指标，同时鳃的呼吸运动易受水环境中理化因素改变的影响。

二、实验目的

本实验的目的是学习一种描计鱼类呼吸运动的方法，观察水环境中几种理化因素的改变对鱼类呼吸运动的影响。

三、实验材料

（一）实验动物  鲤鱼或草鱼

（二）实验器材  MS-302系统、特制乳胶小汽球、塑料导管、半弯缝合针、缝合线、广泛试纸、广口瓶、滴管、100ml量筒、塑料盆、胶管、充氧机。

（三）药品  醋酸铜、氯化汞、碳酸钠、硫酸、3%乳酸溶液、1%乌拉坦。

四、实验步骤与观察项目

（一）仪器连接  如图连接好实验装置，传感器连接1B或2、3插孔。

（二）开机并启动MS-302系统，预热15分钟。

（三）软件操作

1．选定“信号输入”、“通道1选择”、“呼吸”。

2．选定“增益选择”、“通道1选择”、及所需增益值（一般为1/2）。

3．选定“参数设置”、“显示方式”、“连续示波”。

（四）实验项目

1．用1%乌拉坦溶液浸泡10-15分钟。麻醉后，在灌流的情况下将鱼侧位固定在手术吊床上，用橡皮圈将连有导管的乳胶小汽球紧固在鱼头后，侧线位置的体壁上，使小汽球正好位于鳃盖与体壁之间。术后将鱼放回水族箱内，在清水中苏醒。

2．传压导管与压力换能器相连，用手将汽球轻轻按压，重新选择“增益选择”，至波形合适为止。

3．鱼清醒后20~30分钟开始记录正常呼吸运动曲线，记录5分钟，计算每分钟呼吸频率和每分钟洗涤运动频率。

4．记录并观察鱼在每升0.1mg、4mg氯化汞的水体中的反应，然后将鱼移入清水内间隔20~30分钟。

5．向水体滴加乳酸溶液，测定鱼在不同pH的环境中的呼吸运动变化情况。间隔20~30分钟。

6．向水体中充入CO2，观察在不同CO2 分压的水质条件下鱼类的呼吸运动变化情况。CO2气体的制备：利用碳酸盐与酸发生反应产生CO2的原理，收集CO2气体经管道和气石送入水体。

反应式为：NaCO3+H2SO4→Na2SO4+H2O+CO2↑

7.向充过CO2的水体内充氧，观察呼吸的变化。

8．将结果填入表。

频率          呼吸类型 实验项目	呼吸运动	洗涤运动
正常呼吸
0.1mg/L醋酸铜溶液
4mg/L醋酸铜溶液
0.1mg/L氯化汞溶液
4mg/L氯化汞溶液
加乳酸      pH1=       pH2=       pH3=
充入CO2
充入O2

五、思考题

（一）重金属离子对鱼类的呼吸运动有何影响？为什么？

（二）H+通过什么途径影响鱼类的呼吸运动？

（三）何谓氧离曲线、波尔效应？它们与本实验中哪些实验现象有关？

实验六  有胃鱼类胃、肠运动的观察

一、实验原理  

有胃鱼类的胃肠平滑肌常保持一定的收缩状态，在此基础上，可出现蠕动、节律性分节运动等运动形式，在体内这些形式的运动都受神经和体液因素的调节。

二、实验目的

直接观察小肠和胃的各种运动形式及药物和体液因素对胃肠运动的调节作用。

三、实验材料

（一）实验动物  乌鳢或胡子鲶。

（二）实验器材  鱼类手术器械、搪瓷盘、1ml、5ml注射器、脱脂棉。

（三）药品  1%三碘季胺酚、盐酸肾上腺素、乙酰胆碱、阿托品、鱼用生理盐水。

四、实验步骤与观察项目

（一）1%三碘季胺酚按2~3mg/kg体重肌肉注射，肌肉松弛后剖开腹腔，暴露胃、肠，观察正常状态下胃肠运动的情况。

（二）在胃和肠壁上直接滴加1~2滴乙酰胆碱，观察胃肠运动的变化。

（三）在胃和肠壁上同一处地方滴加3~4滴肾上腺素，观察变化，然后用生理盐水冲洗干净。

（四）在胃和肠壁上另一处地方先滴加1~2滴阿托品再滴加1~2滴乙酰胆碱，观察变化，然后冲洗干净。

（五）用370C的鱼用生理盐水将整个腹腔脏器加温，再直接滴加乙酰胆碱，观察有何变化。

五、注意事项

（一）鱼类胃肠运动不如哺乳类明显，实验前最好先喂饱实验鱼（市场购买的乌鳢和胡子鲶有拒食反应），或灌服5%的硫酸钠溶液5~10ml。

（二）每次加药后应冲洗干净，再做下一项目。

实验七  坐骨神经腓肠肌标本的制备

一、实验原理

蛙类的一些基本生命活动和生理功能与温血动物相近似，它的离体组织所需要的生活条件又比较简单，易于控制和掌握，因此在实验中常用蟾蜍神经腓肠肌标本来研究神经肌肉的一般原理，比如神经冲动的传导、运动终板的传递和肌肉收缩的机能等.故坐骨神经腓肠肌标本的制备方法是生理实验的一项基本操作技术.

二、实验目的

学习作古神经腓肠肌标本的制备方法

三、实验材料

(一)实验动物:蟾蜍

(二)实验器材:蛙板、粗剪刀、组织剪、镊子、探针、玻璃分针、蛙钉、滴管、小烧杯、培养皿、锌铜弓、棉线团.

(三)药品: 任氏液

四、实验步骤和观察项目

(一)坐骨神经腓肠肌标本制备

1.破坏脑脊髓:去蟾蜍一只,用自来水冲洗干净.左手握蛙,用食指下压头部前端(吻端)拇指按压背部,使头前俯.右手持探针由前端沿正中线向尾端触划,触到凹陷处即枕骨大孔所在部位,将探针由此垂直刺入枕骨大孔,再将针折向前方插入颅腔并左右搅动捣毁脑组织,然后将针退出至刺入点皮下.针尖倒向后方,通入脊椎管捣毁脊髓.待四肢肌肉松弛,呼吸消失,即表示脑和脊髓完全破坏,否则应按上法再进行捣毁.

2.剥皮: 以两腋下为水平点,沿胸廓剪开一圈皮肤,然后左手捏住头部,右手捏住断端边缘皮肤,向下剥掉全部断端后皮肤.

3.剪除躯干上部及内脏: 在骶胳关节水平以上一厘米处用粗剪刀剪掉脊柱,将头、前肢和内脏一并弃去,保留后肢,腰背部脊柱及由它发生的坐骨神经.将标本放在盛有任氏液的烧杯内,将手及用过的器械洗净.

4.分离两腿: 沿正中线用剪刀将脊柱分为两半(勿损伤坐骨神经),并从耻骨联合中央剪开两侧大腿.分离后两腿浸于盛有任氏液的烧杯内.

5.制作坐骨神经腓肠肌标本: 取一腿放置蛙板中央的玻璃板上,腹侧向上用蛙钉固定之.

(1)游离坐骨神经: 用玻璃分针沿脊柱侧游离坐骨神经,并于近脊柱处穿线结扎,再循坐骨神经沟(股二头肌与半膜肌之间的裂缝),找出坐骨神经大腿部,用玻璃分针小心剥离,然后从脊柱根部将坐骨神经剪断,手执结扎神经的线将神经轻轻提起,剪断坐骨神经所有分支,并将神经一直游离至腋窝为止.

(2)完成坐骨神经小腿标本: 将游离干净的坐骨神经搭于腓肠肌上,在膝关节周围剪掉全部大腿肌肉并用粗剪刀将股骨刮干净,然后由股骨中部剪去上段股骨,保留的部分就是坐骨神经小腿标本.

将小腿其余部分全部剪掉,这样就制得一个具有附着

(3)制成坐骨神经腓肠肌标本: 将上述坐骨神经小腿标本在跟腱处穿线结扎后剪断跟腱.游离腓肠肌至膝关节处,然后沿膝关节将小腿其余部分全部剪掉,这样就制得一个具有附着在股骨神经上的腓肠肌并带有支配腓肠肌的坐骨神经的标本,放入任氏液中静置10分钟备用.

(二)坐骨神经干标本制备

分离坐骨神经的方法及步骤与上述1-5项的(1)项同.当坐骨神经游离至膝关节处后再向下继续剥离,在腓肠肌两侧肌沟内找到肌神经和腓神经,分别分离二支神经直至足趾,用线分别结扎(棉线留10厘米长,以便提拿标本),在结扎的远端剪断.注意胫腓二支在绕过膝关节时,其上覆有肌腱和筋膜,分别时慎勿剪断或损伤神经.标本置任氏液中浸泡10分钟备用.

六、实验教材及主要参考资料

    自编教材

七、教改说明及其他